Anleitungen - Wie Wirds Gemacht - How To

Hier finden Sie alles was Sie wissen müssen um mit den von uns gelieferten Materialien die gewünschen Ergebnisse zu erziehlen.

Die Anleitungen beziehen sich sowohl auf unsere Sets als auch auf spezielle Kundenwünsche um noch mehr Experimente mit den von uns gelieferten Materialien durchzuführen.

Sollten Sie mehr Material benötigen oder andere Experimente durchführen wollen, kontaktieren Sie mich einfach.

 

Die Anleitung zum Download und Ausdrucken als pdf finden Sie hier:

Anleitung_Download

 

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 Inhalt:
 
1. Impföse (2x Einzelset, 11x Klassenset)
2. Petrischale groß (1x) und klein (2x Einzelset, 10x Klassenset)
3. Kunststoffgefäß mit ca. 45 ml Fischagar (2x Einzelset, 4x Klassenset)
4. Einmal-Arbeitshandschuhe aus Nitril (2 Paar Einzelset, 10 Paar Klassenset)
5. Verschlussfolie (1x)
6. Leuchtorganismenkultur (lyophilisiert) inkl. Reaktivierungsanleitung und Anzuchtmedium (1x)

Zusätzlich enthalten:
- Arbeitsanleitung
- Hintergrundinformationen
- Arbeitsunterlage
- Motivschablonen
- Absorptionsmaterial

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Arbeitsvorbereitung und Arbeitsnachbereitung:
Arbeitsplatz reinigen, Hände waschen und Handschuhe anziehen. Dann Arbeitsunterlage auslegen und Absorptionsmaterial bereitstellen.
Nach dem Arbeiten Handschuhe und Unterlage entsorgen. Arbeitsfläche und Hände reinigen.

 

Arbeitsanleitung:

Schritt 1: Agar verflüssigen (aufschmelzen)

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Verschlossenes Kunststoffgefäß mit festem Nährmedium (=Fischagar) in ein Gefäß mit Wasser stellen (Kunststoffgefäße sollten so weit wie möglich mit Wasser bedeckt sein). Wasser bei höchster Wärmezufuhr zum Kochen bringen, und ca. 10 min sprudelnd kochen lassen, bis der Inhalt sich verflüssigt hat. Evtl. dazwischen das Kunststoffgefäß umschwenken um den Agar gleichmäßig zu verflüssigen.

 


Schritt 2: Nähragar-Platten gießen

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Kunststoffgefäß vorsichtig aus dem Wasserbad nehmen und 2-3-mal umschwenken, so dass sich die in der Flüssigkeit enthaltenen Nährstoffe gleichmäßig verteilen. Die komplette Vermischung läßt sich gut daran erkennen, dass keine Schlieren mehr im Medium zu sehen sind, wenn dieses gegen eine Lichtquelle betrachtet wird. Danach sofort Deckel aufschrauben und die Flüssigkeit gleichmäßig und dünn in die Petrischale(n) gießen (ca. 10 mL pro kleiner Petrischale sind ausreichend).
Der Inhalt eines Kunststoffgefäßes solle ca. für eine große Petrischale oder bis zu vier kleine Petrischalen ausreichen.
Petrischale anschließend mit Deckel verschließen und, sollte der Agar die Petrischalen noch nicht komplett bedecken leicht schwenken um den Agar gleichmäßig auf dem Boden der Petrischale zu verteilen. Danach den Agar erstarren lassen (ca. 10-15 min).

 

Tipps:

  1. Die besten Ergebnisse lassen sich erziehlen wenn die Agaroberfläche komplett trocken ist. Dazu, sollte es die zeitliche Vorgabe zulassen, die Petrischalen mit Nähragar bereits einen Tag vor dem Experiment herstellen und für ca. 24 h im Kühlschrank aufbewahren. Dies stellt sicher, dass der Agar komplett ausgeliert ist und die Oberfläche des Nähragars trocken ist, so dass die Leuchtorganismen leicht aufgebracht werden können.
  2. Petrischalen können für eine spätere Verwendung mit Verschlussfolie gegen Austrocknung geschützt werden. Folie dafür einfach um den Schalenrand wickeln und die Petrischale dadurch verschließen (ebenso entsorgen).


Schritt 3: Aufbringen der Leuchtorganismen

Mit der Impföse in die reaktivierte Kultur, siehe extra Anleitung für die gefriergetrocknete Kultur (befindet sich mit der Kurtur im Tütchen), eintauchen und dann großzügig auf den selbst hergestellten Nähragar ausbringen. Dazu die Impföse vorsichtig auf dem erstarrten Agar aufsetzen und nach Belieben Muster „zeichnen“. Die Impföse immer wieder in die reaktivierte Kultur eintauchen, um genügend aufzutragen. Dabei können auch die Motivschablonen verwendet werden. Dafür diese einfach unter die Petrischale legen.


Schritt 4: Inkubation der Leuchtorganismen

Die fertigen Petrischalen werden entweder bei Raumtemperatur (max. 20°C) oder im Kühlschrank, mit dem Deckel nach unten, aufbewahrt (= inkubiert). Bei Raumtemperatur zeigt sich nach ca. 24-36 Stunden Leuchten, im Kühlschrank nach ca. 24-48 h. Leuchtende Kolonien können mit der Impföse aufgenommen und auf neue Agarplatten übertragen werden.

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Reaktivierungsanleitung für gefriergetrocknete Kulturen
 
  1. Kulturgefäß (K) mit der gefriergetrockneten Kultur vorsichtig öffnen
  2. Den Inhalt des Gefäßes mit Flüssigmedium (F) vorsichtig in das Kulturgefäß schütten
  3. Kulturgefäß verschließen, leicht schütteln bis sich der Bodensatz vollständig gelöst hat
  4. Kulturgefäß mit Flüssigmedium für 1 h bei Raumtemperatur (max. 20°C) inkubieren, damit die Zellen reaktiviert werden. Alternativ für ca. 24 Stunden im Kühlschrank (4-8 °C) inkubieren
  5. Danach kann die reaktivierte Kultur, nach Anleitung, auf Platten ausgestrichen werden
  6. Die restliche Kultur kühl (<20°C) aufbewahren, bis auf den Platten Wachstum erkennbar ist

    Hinweis: Sollte sich auf den Platten kein Wachstum zeigen, nochmals von der restlichen Kultur ausstreichen. Nach erfolgreichem Wachstum auf Platten kann die Flüssigkultur entsorgt werden.
 
 
Reactivation of lyophilized cultures
 
  1. Carefully open the culture tube (K) with the lyophilized culture
  2. Pour the content of the medium tube (F) carefully into the culture tube
  3. Close the culture tube and mix gently until everything is dissolved
  4. Incubate the culture tube for 1 h at room temperature (max. 20°C), to reactivate the cells. Alternatively, the culture tube can be incubated in the fridge (ca. 4-8°C) for 24 h
  5. The reactivated culture can now be used according to the instruction and streaked on agar plates
  6. The remaining culture can be stored cool (<20°C) until growth is visible on the plates.

    Hint: If no growth occurs on the plate, use the remaining culture to re-inoculate the plate. After successful growth, the liquid culture should be discarded.
 
 
 
 
 

Herstellung einer größeren Menge Festmedium aus von uns geliefertem Trockenmedium

Sollten Sie mehrere Experimente planen, können Sie von uns auch Trockenmedium bekommen, welches Sie selbst zu Festmedium herstellen.

Dazu bekommen Sie von uns z.B. zwei Röhrchen (beschriftet mit 1 und 2) Trockenmedium welche zusammen einen Liter Festmedium ergeben.

Vorgehensweise:

  • Die Inhalte der Röhrchen 1 und 2 in 1000 mL destilliertem Wasser (geht auch das aus dem Baumarkt) auflösen.
  • Die Röhrchen mit dem destillierten Wasser ausspülen damit alle Reste aus den Röhrchen gespült werden.
  • Dann die Lösung am besten in einem verschließbaren Gefäß für mindestens 15 min kochen (z.B. Topf mit dicht schließendem Deckel) um ein steriles Medium zu erhalten.
  • Nach dem Kochen, das noch heiße Medium zügig auf die Petrischalen verteilen (Schichtdicke von ca. 5 mm).
  • Dadurch wird eine Kontamination weitestgehend verhindert, da die Petrischalen mit heißem Medium gefüllt werden.
  • Die Petrischalen dann mit dem Deckel verschließen und für mindestens 1 h abkühlen lassen.
  • Danach ist das Festmedium gebrauchsfertig und es können die Bakterien aufgebracht werden.

Als Anhaltspunkt: Aus 1 L Medium lassen sich bis zu 30 Petrischalen mit Festmedium leicht herstellen.

 

Anleitung zur Untersuchung von Wasser:

Zum download der Anleitung gehts hier:

Anleitung Wassertestung

Vorbereitung:

  • Platte mit Nährboden in sechs Segmente unterteilen (auf der Rückseite der Platte mit wasserfestem Folienstift sechs Segmente aufmalen)
  • Aus der regenerierten Flüssigkultur mittels Impföse jedes Segment einzeln beimpfen, so dass nach ca. 3 Tagen Inkubationsdauer in jedem Segment eine eigene Leuchtbakterienkolonie angewachsen ist.
  • Alternativ dazu ist es auch möglich (sollte zur qualitativen Messung kein Photometer oder ein anderes, zur Lichtintensitätsmessung geeignetes Gerät vorhanden sein) auf eine Platte mit Nährboden 6 möglichst parallele Ausstriche mit Bakterienlösung aufzubringen.
  • Dadurch wird jeder Strich mit den gleichen Bakterien beimpft und die Leuchtkraft jedes Striches sollte gleich sein.

Anleitung für die Wasseruntersuchung:

  • Verschiedene Testflüssigkeiten vorbereiten, je ca. 20 ml:
  • Trinkwasser/Leitungswasser ohne Kohlensäure als Negativkontrolle
  • Verschiedene, kontaminierte Flüssigkeiten wie Klärschlamm, schadstoffbelastete Abwässer, Seifenlaugen, Spülmittel, Alkohol, …
  • Pasteurpipetten bereitlegen oder eine definierte Menge an Testflüssigkeit (nicht mehr als einen halben Mililiter = ca. ein Tropfen) abfüllen
  • Raum völlig abdunkeln
  • Gut leuchtende Bakterienplatte bereitstellen und Deckel abnehmen (wenn Luminometer vorhanden zuerst Nullwert messen und später einen Vergleichswert zu haben)
  • Anschließend zuerst das Leitungswasser auf eine Einzelkolonie oder an das linke Ende eines Bakterienstrichs auf tropfen. Darauf achten, dass der Tropfen nicht auf die benachbarten Kolonien läuft
  • Kultur sollte immer noch sehr gut leuchten, d.h. gute Wasserqualität
  • Nun auf eine andere Kolonie oder das rechte Ende des gleichen Strichs eine verunreinigte Testflüssigkeit geben, damit sollte das Leuchten schwächer werden bzw. aufhören, d.h. es befinden sich toxische Stoffe im Wasser
  • Dies kann mit allen Flüssigkeiten gemacht werden, wobei anhand der Abschwächung des Leuchtens die Toxizität erkannt werden kann.

Tip:

Bei Ethanol als Testflüssigkeit ist der Effekt am Eindrucksvollsten. Zuerst stark verdünnten Ethanol nehmen, je höher die Konzentration desto mehr schwindet das Leuchten und verschwindet schließlich ganz.

 

Allgemeine Hinweise zum Wasseranalyse-Set


Inhalt und Anleitung:

  • Platte mit aktiver Leuchtkultur vorbereiten, z.B. mit unserem Einzelset
  • 2-mal je ein Röhrchen mit Medium in Flüssigform, 5-fach konzentriert.
  • Jedes Röhrchen reicht für je 500 ml Flüssigmedium. Inhalt eines Röhrchens zu 450 ml destilliertem Wasser (geht auch das aus dem Baumarkt) geben und lösen.
  • Dann kurz in einem möglichst verschließbarem Gefäß aufkochen (z.B. temperaturfeste Glasflasche). Noch heißes Mediumgefäß verschließen und vor der Benutzung auf 7°C kühlen. Sollte das Medium nicht gleich gebraucht werden, kann dieses bei 7°C bis zu 8 Wochen gelagert werden (solange es steril ist und keine Trübung auftritt)

Anleitung für die Wasseruntersuchung:

  • Zuerst ca. 500 ml Flüssigmedium mit Leuchtbakterien von der mitgelieferten Platte animpfen und ca. 3 Tage im Kühlen (ca. 7°C) inkubieren
  • Davon eine definierte Menge (ca. 50 ml) der gut bewachsenen und gut leuchtenden Flüssigkultur in einen kleinen Erlenmeyerkolben geben. Für jede Testflüssigkeit einen eigenen Kolben vorbereiten. 
      • Verschiedene Testflüssigkeiten vorbereiten, je ca. 20 ml:
        o Trinkwasser/Leitungswasser ohne Kohlensäure als Negativkontrolle
        o Verschiedene, kontaminierte Flüssigkeiten wie Klärschlamm, schadstoffbelastete Abwässer, Seifenlaugen, Spülmittel, Alkohol, …
      • Raum völlig abdunkeln
      • Gut leuchtende Flüssigkultur im kleinen Erlenmeyerkolben aufschütteln und den Schülern die Zunahme des Leuchtens zeigen (Demonstration der Sauerstoffabhängigkeit, s. Hintergrundinformation) 
      • Anschließend zuerst das Leitungswasser zugeben und wieder schütteln. Die Kultur sollte immer noch sehr gut leuchten, d.h. es handelt sich um gute Wasserqualität
      • Nun in die selbe Kultur eine verunreinigte Testflüssigkeit geben und schütteln. Das Leuchten sollte schwächer werden bzw. aufhören, d.h. es befinden sich toxische Stoffe im Wasser
      • Dies kann mit allen Flüssigkeiten gemacht werden, wobei anhand der Abschwächung des Leuchtens die Toxizität abgeschätzt werden kann.

Tip:

Bei Ethanol als Testflüssigkeit ist der Effekt am Eindrucksvollsten. Hier können zuerst wenige ml zur Leuchtkultur gegeben werden um die Abschwächung des Leuchtens zu demonstrieren. Je mehr Ethanol hinzukommt, desto mehr schwindet das Leuchten und verschwindet schließlich ganz.

 

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